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NK-104对人肝癌细胞凋亡及半胱氨酸蛋白酶3活性的影响

2007-08-20 11:44 来源:
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  【摘要】  研究日本新近研制的第三代3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A(3-hydroxy-3-methyl-glutaryl-CoA, HMG-CoA)还原酶抑制剂匹伐他汀(pitavastatin, NK-104)对人肝癌细胞凋亡及半胱氨酸蛋白酶3(caspase-3)活性的影响。方法:采用细胞培养技术,以肝癌细胞系HepG 2为靶细胞,以不同浓度的药物处理细胞48 h后,利用WST-8法测定NK-104对细胞增殖的影响;利用荧光染料Hoechst 33258染色,荧光显微镜观察细胞核碎片;以流式细胞仪分析细胞周期的变化;采用半胱氨酸蛋白酶3比色法检测caspase-3活性。结果:NK-104(10 μmol/L)对HepG 2细胞有明显抑制作用,可诱导HepG 2细胞凋亡,并能增强caspase-3基因的活性。结论:NK-104能够诱导HepG 2细胞凋亡,其机制与caspase-3依赖性凋亡调节信号通路有关。

  【关键词】  肝癌

  3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A(3-hydroxy-3-methyl-glutaryl-CoA, HMG-CoA)还原酶抑制剂,统称为抑制素,是重要的脂类合成抑制剂,主要在人体肝脏中代谢,临床上广泛应用于治疗高脂血症[1]。 最近研究发现,HMG-CoA还原酶抑制剂具有生物学多效性,与降血脂无关。有报道其在体外具有抗癌作用[2]、体内与5氟尿嘧啶(fluorouracil, 5-Fu)共同作用能够延长晚期肝癌患者的生存期[3]。匹伐他汀(pitavastatin, NK-104)是日本新近研制的第三代高效HMG-CoA还原酶抑制剂[4]。在血管内皮细胞系NK-104通过磷脂酰肌醇3激酶/蛋白激酶B(phosphoinositide 3-kinase/protein kinase B, PI3K-Akt)基因激活途径对内皮细胞的保护作用已有报道[5],但其在肝癌细胞系的抗癌作用尚未见报道。本文在肝癌细胞系HepG 2通过2-(2-甲氧基-4-硝基苯)-3-(4-硝基苯)-5-(2,4-二硫代苯)-2H-四氮唑单钠盐 {[2-(2-methoxy-4-nitrophe-nyl)-3-(4-nitrophenyl)-5-(2,4-disulfophenyl)-2H-tetrazolium, monosodium salt], WST-8}、荧光染料Hoechst33258染色、流式细胞仪和半胱氨酸蛋白酶3比色法等检测方法,研究NK-104对人肝癌细胞凋亡及半胱氨酸蛋白酶3(caspase-3)活性的影响,为NK-104在抗肿瘤中的作用机制提供实验依据。

  1 材料和方法

  1.1 主要材料与仪器 NK-104,日本兴和有限公司(日本名古屋)和日产化学工业公司(日本东京)产品;荧光染料Hoechst 33258、甲羟戊酸( mevalonic acid, MEV)和碘化丙啶(propidium iodide, PI)染色液(PI 100 g/L, 1% Triton 100, 9 g/L NaCl),Sigma公司产品。流式细胞仪,2000 FCA,美国BD公司产品。

  1.2 实验方法

  1.2.1 细胞培养 人肝癌细胞株HepG 2(美国ATCC公司产品)在含10%胎牛血清的DMEM培养基、5% CO2、37 ℃条件下培养。实验中,细胞种植于适当培养皿中,90%的细胞融合时,用磷酸盐缓冲液洗净后,加入适量含有NK-104和MEV( 1 mmol/L )等药物的培养液,37 ℃培养箱中培养。

  1.2.2 WST-8方法 利用WST-8试剂盒对细胞增殖进行测定。HepG 2细胞(1×104个细胞/孔)接种于含100 μl培养液的96孔培养板中,NK-104( 0.1 ~100 μmol/L)治疗48 h后,分别加入WST-8试剂10 μl(日本同仁化学研究所)培养2 h后,选择450 nm波长,测定各孔的吸光度OD值。

  1.2.3 Hoechst 33258染色 细胞经药物刺激 48 h 后,甲醇-冰乙酸(3∶1)细胞固定液4 ℃固定5 min,磷酸盐缓冲液稍洗后,点加Hoechst 33258染色液, 10 min .用滤纸沾去多余液体,封片剂封片后荧光显微镜观察细胞核碎片。

  1.2.4 流式细胞仪检测凋亡峰 在室温下将刺激48 h后的细胞用冷磷酸盐缓冲液洗涤2次,并在适当的染色缓冲液中吸取100 μl的细胞(1×105)至试 管中。加入200 μl RNase A,37 ℃水浴30 min,再加800 μl PI染色液混匀,4 ℃避光30 min后,立即上机分析。

  1.2.5 半胱氨酸蛋白酶3比色法 经药物治疗 48 h 后收集细胞,采用半胱氨酸蛋白酶3比色法试剂盒按照厂家说明进行测定(Medical & Biological Laboratories Co., LTD, Japan)。

  1.3 统计学方法 数据均以 x ± s 表示,采用SPSS 11.0统计软件进行统计分析,采用 t 检验。

  2 结果

  2.1 NK-104对HepG 2细胞增殖的抑制作用 为了确定NK-104在人肝癌细胞HepG 2中的治疗浓度,采用WST-8方法对细胞的增殖作用进行测定。与对照组相比,NK-104在10和100 μmol/L时,对HepG 2细胞生长均有明显的抑制作用。 100 μmol/L 时,近50%的细胞死亡( P <0.01)。见图1.

  图1 不同浓度NK-104对HepG 2生长的抑制作用(略)

  Figure 1 Growth inhibition of HepG 2 cells by NK-104

  **P <0.01, vs control group.

  2.2 NK-104诱导细胞凋亡的形态变化 对照组细胞界限清晰,胞浆丰富,细胞核呈弥散、均匀荧光分布,经10~100 μmol/L NK-104处理后,HepG 2发生细胞凋亡,细胞核或细胞质内可见浓染致密的蓝色荧光颗粒及明显核形态变化。见图2.

  2.3 NK-104对HepG 2细胞周期的影响 与对照组相比,NK-104治疗组可明显诱导HepG 2的细胞凋亡,出现相当比例的DNA含量小于二倍体的亚G1凋亡峰(24%),不同周期细胞的比例也发生变化,与MEV共同作用后可消除NK-104的这种诱导作用。见图3.

  2.4 NK-104对caspase-3活性的影响 与对照组相比,NK-104可明显诱导caspase-3活性( P < 0.01 ),同样加入MEV能够消除NK-104的这种诱导作用。见图4.

  图2 NK-104处理48 h后HepG 2细胞核的形态变化(Hoechst33258染色, ×400)(略)

  Figure 2 Nuclear morphology of the HepG 2 cells treated by NK-104 for 48 hours (Hoeschst 33258 staining, ×400)

  A: Control, normal nuclear structure; B: NK-104 10 μmol/L; C: NK-104 100 μmol/L; ●: Cytoplasmic change; ■: Nuclear fragmentation.

  图3 NK-104治疗HepG 2细胞后细胞周期分布变化(略)

  Figure 3 Cell cycle analysis of HepG 2 cells treated by NK-104 (Percentage of Sub G1cells)

  **P <0.01, vs control group. A: Control; B: NK-104 10 μmol/L; C: NK-104+MEV.

  图4 NK-104对caspase-3活性的影响(略)

  Figure 4 NK-104 induced activity of caspase-3

  **P <0.01, vs control group. The HepG 2 cells were exposed to NK-104 (10 μmol/L) alone, or NK-104 (10 μmol/L) plus MEV (1 mmol/L) for 48 hours. The caspase-3 activity was measured with a colorimetric protease assay.

  3 讨论

  目前认为恶性肿瘤是一种多基因异常的疾病,其发生的分子基础是原癌基因的激活或抑癌基因的突变失活或缺失,导致某些细胞分化不良、凋亡受阻和增殖失控而形成肿瘤。原发性肝癌约55%发生在中国[6]。肝癌细胞的凋亡在肝癌的发生发展、转归 及治疗等方面均有重要的意义。HMG-CoA还原酶抑制剂,是重要的脂类合成抑制剂,临床上广泛应用于治疗高脂血症。最近研究表明,HMG-CoA还原酶抑制剂具有抗感染、降低炎性细胞因子水平及抗癌等生物学多效性作用。Otsuki等[7]报道1~30 μmol/L的西米伐他汀 (simvastatin) 具有预防癌症的作用。Sutter等[8]研究认为1~10 μmol/L的弗鲁伐他汀(fluvastatin)通过诱导Huh 7细胞凋亡而抑制肝癌细胞的增殖。Denoyelle等[9]认为25 μg/L的赛里伐他汀(cerivas-tatin)对MDA-MB-231人乳腺癌细胞通过抑制细胞核因子κB活性起到重要的抗转移作用。HepG 2细胞具有典型肝癌细胞的一系列恶性特征,是研究和评价防治肝癌药物的较理想的细胞模型。NK-104是日本新近研制的第三代HMG-CoA还原酶抑制剂,具有副作用小、高效和强力的药代动力学特点[4]。我们的研究结果表明,NK-104对HepG 2细胞增殖有明显抑制作用,其最大抑制率可达50%左右,使HepG 2细胞呈现典型的凋亡形态学特征,核质浓集,有凋亡小体。提示NK-104能在一定程度上抑制肝癌细胞的增殖。流式细胞术具有检测的细胞数量大、反映群体细胞的凋亡状态比较准确等优点[10]。NK-104作用于HepG 2细胞后,通过流式细胞仪分析,与对照组相比,可见凋亡细胞出现在直方图亚二倍体峰位置,并与细胞主峰G0/G1分界清楚,可定量凋亡占整个细胞群百分比。本研究结果表明,NK-104可明显诱导HepG 2细胞凋亡。细胞凋亡的核心成分是半胱氨酸蛋白酶家族(caspase),其中研究最多,功能相对较明确的为caspase-3.caspase-3是哺乳动物细胞凋亡的关键蛋白酶之一,为凋亡的效应分子,被称为凋亡的“执行者”[11~13]。激活的caspase-3可裂解相应的胞核内底物DNA修复酶(poly ADP-ribose polymerase, PARP),使PARP失去对DNA的修复功能,导致细胞转向凋亡[14]。本研究表明,10 μmol/L NK-104能够增强caspase-3的活性,加入MEV能够消除NK-104的这种诱导作用。这一研究结果表明,NK-104诱导HepG 2细胞凋亡与激活caspase-3依赖性凋亡调节信号通路有关。

  【参考文献】

  1Goldstein JL, Brown MS. Regulation of the mevalonate pathway. Nature. 1990; 343: 425-430.

  2 Bellost S, Paoletti R. Corsini A. Safe of statins: focus on clinical pharmacokinetics and drug interactions. Circulation. 2004; 109(Suppl) Ⅲ: 50-57.

  3 Chan KK, Oza AM, Siu LL. The statins as anticancer agents. Clin Cancer Res. 2003; 9: 10-19.

  4 Kajinami K, Takekoshi N, Saito Y. Pitavastatin: effica-cy and safety profiles of a novel synthetic HMG-CoA reductase inhibitor. Cardiovasc Drug Rev. 2003, 21(3): 199-215.

  5 Wang J, Tokoro T, Matsui K, et al. Pitavastatin at low dose activates endothelial nitric oxide synthase through PI3K-AkT pathway in endothelial cells. Life Sci. 2005; 76(19): 2257-2268.

  6 Chen JG, Song XM. An evaluation on incident cases of liver cancer in China. Zhongguo Zhong Liu. 2005; 14(1): 28-31. Chinese with abstract in English.陈建国, 宋新明。 中国肝癌发病水平的估算及分析。 中国肿瘤。 2005; 14(1): 28-31.

  7 Otsuki T, Sakaguchi H, Hatayama T, et al. Effects of an HMG-CoA reductase inhibitor, simvastatin, on human myeloma cells. Oncol Rep. 2004; 11: 1053-1058.

  8 Sutter AP, Masser K, Hopfiner M, et al. Cell cycle arrest and apoptosis induction in hepatocellular carcino-ma cells by HMG-CoA reductase inhibitors. Synergistic antiproliferative action with ligands of the peripheral benzodiazepine receptor. J Hepatol. 2005; 43(5): 808-816.

  9 Denoyelle C, Vasse M, Korner M, et al. Cerivastatin, an inhibitor of HMG-CoA reductase, inhibits the signa-ling pathways involved in the invasiveness and metastatic properties of highly invasive breast cancer cell lines: an in vitro study. Carcinogenesis. 2001; 22(8): 1139-1148.

  10 Nilsson C, Kagedal K, Johansson U, et al. Analysis of cytosolic and lysosomal pH in apoptotic cells by flow cytometry. Methods Cell Sci. 2004; 25: 185-194.

  11 Chen YC, Shen SC, Lee WR, et al. Emodin induces apoptosis in human promyeloleukemic HL-60 cells accompanied by activation of caspase 3 cascade but inde-pendent of reactive oxygen species production. Biochem Pharmacol. 2002; 64(12): 1713-1724.

  12 Zhou XL, Zheng SS, Xie HY. Significance of caspase-3 in etodolac-induced apoptosis of SMMC7721 cell line. Zhonghua Shi Yan Wai Ke Za Zhi. 2004, 21 (5): 551-553. Chinese with abstract in English.周喜乐, 郑树森, 谢海洋。 半胱氨酸酶-3在依托利酸诱导肝癌细胞凋亡中的作用。 中华实验外科杂志。 2004; 21(5): 551-553.

  13 Zheng SY, Ge JF, Zhao J, et al. Expression of caspase-3 gene in human lung adenocarcinoma cell line A-549 with Ad-FasL. Zhong Liu Fang Zhi Za Zhi. 2004; 11(3): 273-277. Chinese with abstract in English.郑世营, 葛锦锋, 赵军, 等。 外源性FasL基因诱导肺癌细胞Caspase-3的表达及凋亡。 肿瘤防治杂志。 2004; 11(3): 273-277.

  14 Li X, Darzynkiewicz Z. Cleavage of poly (ADP-ribose) polymerase measured in situ individual cells: relationship to DNA fragmentation and cell cycle position during apoptosis. Exp Cell Res. 2000; 255(1): 125-132.

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